Микоризная колонизация водозапасающих клеток коры корней эпифитных орхидных

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В отличие от наземных орхидных, эпифитные виды обладают водозапасающими элементами, необходимыми для заселения сухих местообитаний. Трахеоидные элементы присутствуют в корнях и участвуют во взаимодействии с микоризными грибами, которые облигатно колонизируют корни орхидных. Лигнифицированные клетки расположены в коре и выполняют роль контроля водообмена. Среди лигнифицированных клеток экзодермы присутствуют тонкостенные пропускные клетки, необходимые для водообмена между корнем и окружающей средой. Данное исследование подтверждает существующие сведения о том, что пропускные клетки являются единственными клетками экзодермы, через которые могут проходить грибные гифы. Также представлены доказательства колонизации водозапасающих клеток микоризными грибами и показано, что лигнифицированные элементы коры менее благоприятны для формирования пелотонов, чем тонкостенные клетки коры.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Н. М. Бибиков

Биологический факультет, Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: bibik0808@mail.ru
Россия, Москва

Е. Ю. Воронина

Биологический факультет, Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова

Email: bibik0808@mail.ru
Россия, Москва

А. К. Еськов

Биологический факультет, Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова

Email: bibik0808@mail.ru
Россия, Москва

М. С. Игнатов

Биологический факультет, Московский государственный университет им. М. В. Ломоносова; Главный ботанический сад РАН им. Н. В. Цицина

Email: bibik0808@mail.ru
Россия, Москва; Москва

Список литературы

  1. Balachandar M., Koshila Ravi R., Ranjithamani A., Muthukumar T. 2019. Comparative vegetative anatomy and mycorrhizal morphology of three South Indian Luisia species (Orchidaceae) with the note on their epiphytic adaptations. — Flora. 251: 39–61. https://doi.org/10.1016/j.flora.2018.12.001
  2. Brundrett M.C., Enstone D.E., Peterson C.A. 1988. A berberine-aniline blue fluorescent staining procedure for suberin, lignin, and callose in plant tissue. — Protoplasma. 146: 133–142. https://doi.org/10.1007/BF01405922
  3. Cameron D.D, Johnson I., Read D.J., Leake J.R. 2008. Giving and receiving: Measuring the carbon cost of mycorrhizas in the green orchid, Goodyera repens. — New Phytol. 180: 176–184. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.2008.02533.x
  4. Chomicki G., Bidel L.P.R., Jay-Allemand C. 2014. Exodermis structure controls fungal invasion in the leafless epiphytic orchid Dendrophylax lindenii (Lindl.) Benth. ex Rolfe. — Flora. 209: 88–94. https://doi.org/10.1016/j.flora.2014.01.001
  5. Holbein J., Shen D., Andersen T.G. 2021. The endodermal passage cell — just another brick in the wall? — New Phytol. 230: 1321–1328. https://doi.org/10.1111/nph.17182
  6. Joca T.A., de Oliveira D.C., Zotz G., Cardoso J.C., Moreira A.S. 2020. Chemical composition of cell walls in velamentous roots of epiphytic Orchidaceae. — Protoplasma. 257: 103–118. https://doi.org/10.1007/s00709–019–01421-y
  7. Kohler A., Kuo A., Nagy L.G., Morin E., Barry K.W., Buscot F., Canbäck B., Choi C., Cichocki N., Clum A. 2015. Convergent losses of decay mechanisms and rapid turnover of symbiosis genes in mycorrhizal mutualists. — Nat. Genet. 47: 410–415. https://doi.org/10.1038/ng.3223
  8. Koyyappurath S., Conéjéro G., Dijoux J.B., Lapeyre-Montes F., Jade K., Chiroleu F., Gatineau F., Verdeil J.L., Besse P., Grisoni M. 2015. Differential responses of vanilla accessions to root rot and colonization by Fusarium oxysporum f. sp. radicis-vanillae. — Front. Plant. Sci. 18: 1125. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.01125
  9. Li J.W., Zhang S.B. 2019. Physiological responses of orchid pseudobulbs to drought stress are related to their age and plant life form. — Plant. Ecol. 220: 83–96. https://doi.org/10.1007/s11258-018-00904-x
  10. Miyauchi S., Kiss E., Kuo A., Drula E., Kohler A., Sánchez-García M., Morin E., Andreopoulos B., Barry K.W., Bonito G. 2020. Large-scale genome sequencing of mycorrhizal fungi provides insights into the early evolution of symbiotic traits. — Nat. Commun. 11: 1–17. https://doi.org/10.1038/s41467-020-18795-w
  11. Olatunji O.A., Nengim R.O. 1980. Occurrence and distribution of tracheoidal elements in the Orchidaceae. — Bot. J. Linn. Soc. 80: 357–370. https://doi.org/10.1111/j.1095-8339.1980.tb01669.x
  12. Petrolli R., Augusto Vieira C., Jakalski M., Bocayuva M.F., Vallé C., Cruz E.D.S., Selosse M.A., Martos F., Kasuya M.C.M. 2021. A fine-scale spatial analysis of fungal communities on tropical tree bark unveils the epiphytic rhizosphere in orchids. — New Phytol. 231: 2002–2014. https://doi.org/10.1111/nph.17459
  13. Porembski S., Barthlott W. 1988. Velamen radicum micromorphology and classification of Orchidaceae. — Nord. J. Bot. 8: 117–137. https://doi.org/10.1111/j.1756-1051.1988.tb00491.x
  14. Pujasatria G.C., Nishiguchi I., Miura C., Yamato M., Kaminaka H. 2022. Orchid mycorrhizal fungi and ascomycetous fungi in epiphytic Vanda falcata roots occupy different niches during growth and development. — Mycorrhiza. 32: 481–495. https://doi.org/10.1007/s00572-022-01089-y
  15. Ramesh G., Ramudu J., Khasim S.M., Thammasiri K. 2020. Structural adaptations of Bulbophyllum and Dendrobium (Orchidaceae) to the epiphytic habitat and their phylogenetic implications. — In: Orchid Biology: Recent Trends & Challenges. Springer, Singapore. P. 303–342. https://doi.org/10.1007/978-981-32-9456-1
  16. Tay J.Y., Zotz G., Gorb S.N., Einzmann H.J. 2021. Getting a grip on the adhesion mechanism of epiphytic orchids-evidence from histology and cryo-scanning electron microscopy. — Front. For Glob. Change. 4: 764357. https://doi.org/10.3389/ffgc.2021.764357
  17. Xing X., Jacquemyn H., Gai X., Gao Y., Liu Q., Zhao Z., Guo S. 2019. The impact of life form on the architecture of orchid mycorrhizal networks in tropical forest. — Oikos. 128: 1254. https://doi.org/10.1111/oik.06363

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Анатомия грибной колонизации субстратных корней эпифитных орхидных. A — поперечный срез корня Thrixspermum sp. (ab — абаксиальная сторона, ad — адаксиальная сторона, v — веламен, ex — экзодерма, wc — водозапасающая клетка, стрелки указывают на колонизированные клетки кортекса, двойные стрелки указывают на колонизированные водозапасающие клетки); B — поперечный срез корня Epidendroideae gen. sp. 4 (h — грибные гифы в веламене, ex — экзодерма, pc — пропускная клетка, dp — лизированный пелотон); C — поперечный срез корня Epidendroideae gen. sp. 4 (fp — интактный пелотон); D — продольный срез корня Epidendroideae gen. sp. 4, абаксиальная сторона (rh — корневой волосок, v — веламен, ex — экзодерма, стрелки указывают на грибные гифы в корневом волоске и веламене, двойные стрелки указывают на колонизированные пропускные клетки. Масштабные линейки: A — 200 мкм, B — 50 мкм, C — 40 мкм, D — 100 мкм.

Скачать (615KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Конфокальные изображения колонизированных водозапасающих клеток в корнях изучаемых растений. A — Epidendroideae gen. sp. 3; B — Epidendroideae gen. sp. 4; C — Epidendroideae gen. sp. 5; D — Thrixspermum sp. Стрелки указывают на водозапасающие клетки с грибными пелотонами. Масштабные линейки: A — 100 μm; B — 180 μm, C — 200 μm, D — 60 μm.

Скачать (794KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Доля колонизированных тонкостенных клеток кортекса от общего числа тонкостенных клеток кортекса (оранжевые столбцы) и доля колонизированных водозапасающих клеток кортекса от общего числа водозапасающих клеток кортекса (желтые столбцы).

Скачать (175KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Флуоресцентные изображения колонизированных пропускных клеток (отмечены стрелками). A — Epidendroideae gen. sp. 4; B — Dendrobium sp.

Скачать (185KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025