Сравнение механизмов гидролиза органофосфатов с хорошей и плохой уходящей группой фосфотриэстеразой из Pseudomonas Diminuta

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Комбинированным методом квантовой механики и молекулярной механики определены механизмы гидролиза органофосфатов в активном центре фосфотриэстеразы Pseudomonas diminuta. Показано, что для субстрата с хорошей уходящей группой реакция проходит через две элементарные стадии с низкими энергетическими барьерами, при этом наблюдается выигрыш в энергии. В случае плохой уходящей группы возможно только образование нестабильного интермедиата реакции, однако полного гидролиза не происходит. Сравнение полученных механизмов реакции объясняет экспериментальные кинетические данные, согласно которым фермент гидролизует только субстраты с хорошими уходящими группами.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Т. И. Мулашкина

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва

А. М. Кулакова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва

А. В. Немухин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Институт биохимической физики имени Н.М. Эмануэля РАН

Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва; Москва

М. Г. Хренова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Федеральный исследовательский центр «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: mkhrenova@lcc.chem.msu.ru
Россия, Москва; Москва

Список литературы

  1. Tsai P.C., Fox N., Bigley A.N. et al. // Biochemistry. 2012. Т. 51. № 32. С. 6463. doi: 10.1021/bi300811t
  2. Reemtsma T., García-López M., Rodríguez I. et al. // TrAC. 2008. Т. 27. № 9. С. 727. DOI: 10.1016/ j.trac.2008.07.002
  3. Du J., Li H., Xu S. et al. // Environ. Sci. Pollut. Res. 2019. Т. 26. С. 22126. doi: 10.1007/s11356-019-05669-y
  4. Stubbings W.A., Schreder E.D., Thomas M.B. et al. // Environ. Pollut. 2018. Т. 238. С. 1056. DOI: 10.1016/ j.envpol.2018.03.083
  5. Xiang D.F., Bigley A.N., Ren Z. et al. // Biochemistry. 2015. Т. 54. С. 7539. doi: 10.1021/acs.biochem.5b01144
  6. Vanhooke J.L., Benning M.M., Raushel F.M., Holden H.M. // Biochemistry. 1996. Т. 35. С. 6020. doi: 10.1021/bi960325l
  7. Grimsley J.K., Calamini B., Wild J.R., Mesecar A.D. // Arch. of Bioch. and Biophys. 2005. Т. 442. № 2. С. 169. doi: 10.1016/j.abb.2005.08.012
  8. Zhang X., Wu R., Song L. et al. // J. Comput. Chem. 2009. Т. 30. № 15. С. 2388–2401. doi: 10.1002/jcc.21238
  9. Chen Sh.-L., Fang W.-H., Himo F. // J. Phys. Chem. B. 2007. Т. 111. № 6. С. 1253. doi: 10.1021/jp068500n
  10. Wong K.-Y., Gao J. // Biochemistry. 2007. Т. 46 № 46. С. 13352–13369. doi: 10.1021/bi700460c
  11. Jackson C.J., Foo J.-L., Kim H.-K. et al. // J. Mol. Biol. Т. 375. № 5. С. 1189–1196. doi: 10.1016/j.jmb.2007.10.061
  12. López-Canut V., Ruiz-Pernía J.J., Castillo R. et al. // Chem. Europ. J. 2012. Т. 18. № 31. С. 9612. doi: 10.1002/chem.201103615
  13. Bigley A.N., Raushel F.M. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. Т. 1834. № 1. С. 443. DOI: 10.1016/ j.bbapap.2012.04.004
  14. Kim J., Tsai P.-Ch., Chen Sh.-L. et al. // Biochemistry. 2008. Т. 47. № 36. С. 9497. doi: 10.1021/bi800971v
  15. Jackson C., Kim H.-K., Carr P.D. et al. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. Т. 1752. № 1. С. 55. doi: 10.1016/j.bbapap.2005.06.008
  16. Bora R.P., Mills M.J.L., Frushicheva M.P., Warshel A. // J. Phys. Chem. B. 2015. Т. 119. № 8. С. 3434. doi: 10.1021/jp5124025
  17. Yuzhuang F., Fan F., Wang B., Cao Z. // Chem.: Asian J. 2022. Т. 17. № 14. e202200439. doi: 10.1002/asia.202200439
  18. Aubert S.D., Li Y., Raushel F.M. // Biochemistry. 2004. Т. 43. № 19. С. 5707. doi: 10.1021/bi0497805
  19. Nam K., Cui Q., Gao J., York D.M. // J. Chem. Theory Comput. 2007. Т. 3. № 2. С. 486. doi: 10.1021/ct6002466
  20. Lopez X., York D.M. // Theor. Chem. Ac. Т. 2003. 109. С. 149. doi: 10.1007/s00214-002-0422-2
  21. Bräuer M., Kunert M., Dinjus E. et al. // J. Mol. Struct.: THEOCHEM. 2000. Т. 505. № 1–3. C. 289. doi: 10.1016/S0166-1280(99)00401-7
  22. Mardirossian N., Head-Gordon M. // Mol. Phys. 2017. Т. 115. № 19. С. 2315. DOI: 10.1080/ 00268976.2017.1333644
  23. Kim J., Tsai P. C., Chen S. L. et al. // Biochemistry. 2008. Т. 47. С. 9497. doi: 10.1021/bi800971v
  24. Word J.M., Lovell S.C., Richardson J.S., Richardson D.C. // J. Mol. Biol. 1999. Т. 285. С. 1735. doi: 10.1006/jmbi.1998.2401
  25. Humphrey W., Dalke A., Schulten K. // J. Mol. Graph. 1996. Т. 14. С. 33. doi: 10.1016/0263-7855(96)00018-5
  26. Phillips J.C., Braun R., Wang W. et al. // J. Comput. Chem. 2005. Т. 26. С. 1781. doi: 10.1002/jcc. 20289
  27. Best R.B., Zhu X., Shim J. et al. // J. Chem. Theory Comput. 2012. Т. 8. С. 3257. doi: 10.1021/ct300400x
  28. Vanommeslaeghe K., Hatcher E., Acharya C. et al. // J. Comput. Chem. 2009. Т. 31. С. 671. doi: 10.1002/jcc.21367
  29. Jorgensen W.L., Chandrasekhar J., Madura J.D. et al. // J. Chem. Phys. 1983. Т. 79. С. 926. doi: 10.1063/1.445869
  30. Adamo C., Barone V. // J. Chem. Phys. 1999. Т. 110. С. 6158. doi: 10.1063/1.478522
  31. Grimme S., Antony J., Ehrlich S., Krieg H. // J. Chem. Phys. 2010. Т. 132. С. 154104. DOI: 10.1063/ 1.3382344
  32. Hay P.J., Wadt W.R. // J. Chem. Phys. 1985. Т. 82. № 1. С. 299. doi: 10.1063/1.448975
  33. Seritan S., Bannwarth C., Fales B.S. et al. // WIREs Comput. Mol. Sci. 2021. Т. 11. e1494. doi: 10.1002/wcms.1494.
  34. Melo M.C.R., Bernardi R.C., Rudack T. et al. // Nat. Methods. 2018. Т. 15. С. 351–354. doi: 10.1038/nmeth.4638
  35. Martyna G.J., Klein M.L. // J. Chem. Phys. 1992. Т. 97. № 4. С. 2635. doi: 10.1063/1.463940
  36. Singer K., Smith W. // Mol. Phys. 1988. Т. 64. № 6. С. 1215. doi: 10.1080/00268978800100823
  37. Lu Y., Farrow M.R., Fayon P. et al. // J. Chem. Theory Comput. 2019. Т. 15(2). Р. 1317. doi: 10.1021/acs.jctc.8b01036
  38. Kästner J., Carr J.M., Keal T.W., Thiel W. // J. Phys. Chem. A. 2009. Т. 113. № 43. С. 11856. doi: 10.1021/jp9028968
  39. Ahlrichs R., Bar M., Iser M.H. et al. // Chem. Phys. Let. 1989. Т. 162. № 3. С. 165. doi: 10.1016/0009-2614(89)85118-8

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структуры субстратов: дибутил-4-нитрофенилфосфат (а) с хорошей уходящей группой и дибутилфенилфосфат (б) с плохой уходящей группой

Скачать (59KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Слева: Структура фосфотриэстеразы из бактерии Pseudomonas diminuta (Pd-PTE) – атомы активного центра показаны сферами. Справа: субстрат в активном центре Pd-PTE, пунктирными линиями показаны координационные связи катионов цинка, штриховой линией – водородная связь каталитического гидроксид аниона и аминокислотного остатка Asp301

Скачать (417KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Предложенные в литературе механизмы гидролиза ФОС фосфотриэстеразой Pd-PTE. Оба механизма предполагают нуклеофильную атаку гидроксид-анионом атома фосфора с образованием пентакоординированного интермедиата. Дальнейший отрыв уходящей группы сопровождается образованием P-OH-связи (в механизме (а)) или P-O-связи и переносом протона на аспарагиновую кислоту (механизм (б))

Скачать (237KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Сечения поверхности потенциальной энергии для реакции гидролиза: а – дибутил-4-нитрофенилфосфата (1) и б – дибутилфенилфосфата (2) в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 и TS2 – переходные состояния, INT – интермедиат, EP – комплекс фермент-продукт

Скачать (114KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Механизм реакции гидролиза дибутил-4-нитрофенилфосфата в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 и TS2 – переходные состояния, INT – интермедиат, EP – комплекс фермент-продукт

Скачать (202KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Первая стадия реакции гидролиза дибутилфенилфосфата в активном центре фосфотриэстеразы Pd-PTE. ES – фермент-субстратный комплекс, TS1 – переходное состояние, INT – интермедиат

Скачать (135KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024