Роль фосфолипидных производных циклодекстринов в формировании стабильных липидных наночастиц для доставки лекарственных препаратов

Обложка
  • Авторы: Белицкая Е.Д.1,2, Олейников В.А.1,3, Залыгин А.В.1,4
  • Учреждения:
    1. ФГБУН ГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН
    2. ФГАОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”
    3. Национальный исследовательский ядерный университет “МИФИ”
    4. ФГБУН “Физический институт им. П.Н. Лебедева” РАН, Троицкое обособленное подразделение, включающее “Троицкий Технопарк ФИАН”
  • Выпуск: Том 51, № 3 (2025)
  • Страницы: 375-387
  • Раздел: ОБЗОРНАЯ СТАТЬЯ
  • URL: https://rjmseer.com/0132-3423/article/view/686887
  • DOI: https://doi.org/10.31857/S0132342325030013
  • EDN: https://elibrary.ru/KPZLST
  • ID: 686887

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Рассмотрены физические методы исследования структурных характеристик комплексов включения супрамеров фосфолипидных производных циклодекстринов. Эта модификация придает циклодекстрину дополнительные структурные особенности, повышая его растворимость и стабильность в водных средах. Подобные новые соединения могут самособираться в водной среде в различные типы супрамолекулярных нанокомплексов. Биомедицинские применения предусмотрены для наноинкапсулирования молекул лекарственных средств в гидрофобных межцепочечных объемах и нанополостях амфифильных циклодекстринов (служащих в качестве носителей лекарственных средств или фармацевтических вспомогательных веществ), противоопухолевой фототерапии, доставки генов, а также для защиты нестабильных активных ингредиентов путем комплексообразования включений в наноструктурированных средах. Основное внимание уделяется изучению морфологии наночастиц, т.к. эффективные системы доставки должны соответствовать определенным требованиям. Классические физические методы не могут дать подробной информации о свойствах потенциальных структур для применения в биомедицине. Для этого необходим поиск новых неинвазивных подходов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. Д. Белицкая

ФГБУН ГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; ФГАОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”

Автор, ответственный за переписку.
Email: belitskayakatya@yandex.ru
Россия, 117997 Москва, улица Миклухо-Маклая, 16/10; 141701 Долгопрудный, Институтский пер., 9

В. А. Олейников

ФГБУН ГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Национальный исследовательский ядерный университет “МИФИ”

Email: belitskayakatya@yandex.ru
Россия, 117997 Москва, улица Миклухо-Маклая, 16/10; 115409 Москва, Каширское шоссе, 31

А. В. Залыгин

ФГБУН ГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; ФГБУН “Физический институт им. П.Н. Лебедева” РАН, Троицкое обособленное подразделение, включающее “Троицкий Технопарк ФИАН”

Email: belitskayakatya@yandex.ru
Россия, 117997 Москва, улица Миклухо-Маклая, 16/10; 108840 Москва, Троицк, ул. Физическая, 11

Список литературы

  1. Spencer D.S., Puranik A.S., Peppas N.A. // Curr. Opin. Chem. Eng. 2015. V. 7. P. 84–92. https://doi.org/10.1016/j.coche.2014.12.003
  2. Hassan S., Prakash G., Ozturk A., Saghazadeh S., Sohail M.F., Seo J., Dokmeci M., Zhang Y.S., Khademhosseini A. // Nano Today. 2017. V. 15. P. 91–106. https://doi.org/10.1016/j.nantod.2017.06.008
  3. Singh R., Lillard J.W. // Exp. Mol. Pathol. 2009. V. 86. P. 215–223. https://doi.org/10.1016/j.yexmp.2008.12.004
  4. Hu C.M.J., Fang R.H., Luk B.T., Zhang L. // Nanoscale. 2014. V. 6. P. 65–75. https://doi.org/10.1039/C3NR05444F
  5. Lakkakula J.R., Krause R.W.M. // Nanomedicine. 2014. V. 9. P. 877–894. https://doi.org/10.2217/nnm.14.41
  6. Crini G. // Chem. Rev. 2014. V. 114. P. 10940–10975. https://doi.org/10.1021/cr500081p
  7. Biwer A., Antranikian G., Heinzle E. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 59. P. 609–617. https://doi.org/10.1007/s00253-002-1057-x
  8. Bonnet V., Gervaise C., Djedaïni-Pilard F., Furlan A., Sarazin C. // Drug Discov. Today. 2015. V. 20. P. 1120– 1126. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2015.05.008
  9. Mazzaglia A., Bondì M.L., Scala A., Zito F., Barbieri G., Crea F., Vianelli G., Mineo P., Fiore T., Pellerito C., Pellerito L., Costa M.A. // Biomacromolecules. 2013. V. 14. P. 3820–3829. https://doi.org/10.1021/bm400849n
  10. Aranda C., Urbiola K., Méndez Ardoy A., García Fernández J.M., Ortiz Mellet C., de Ilarduya C.T. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2013. V. 85. P. 390–397. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2013.06.011
  11. Roux M., Sternin E., Bonnet V., Fajolles C., Djedaïni-Pilard F. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 3677–3687. https://doi.org/10.1021/la304524a
  12. Niikura K., Matsunaga T., Suzuki T., Kobayashi S., Yamaguchi H., Orba Y., Kawaguchi A., Hasegawa H., Kajino K., Ninomiya T., Ijiro K., Sawa H. // ACS Nano. 2013. V. 7. P. 3926–3938. https://doi.org/10.1021/nn3057005
  13. Docter D., Westmeier D., Markiewicz M., Stolte S., Knauer S.K., Stauber R.H. // Chem. Soc. Rev. 2015. V. 44. P. 6094–6121. https://doi.org/10.1039/c5cs00217f
  14. Gervaise C., Bonnet V., Wattraint O., Aubry F., Sarazin C., Jaffrès P.A., Djedaïni-Pilard F. // Biochimie. 2015. V. 94. P. 66–74. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2011.09.005
  15. Zerkoune L., Angelova A., Lesieur S. // Nanomaterials (Basel). 2014. V. 4. P. 741–765. https://doi.org/10.3390/nano4030741
  16. Auzély-Velty R., Djedaïni-Pilard F., Désert S., Perly B., Zemb T.H. // Langmur. 2000. V. 16. P. 3727–3734. https://doi.org/10.1021/la991361z
  17. Nozaki T., Maeda Y., Ito K., Kitano H. // Macromolecules. 1995. V. 28. P. 522–524. https://doi.org/10.1021/ma00106a016
  18. Kauscher U., Stuart M.C.A., Drücker P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 7377–7383. https://doi.org/10.1021/la3045434
  19. Erdoğar N., Esendağlı G., Nielsen T.T., Şen M., Öner L., Bilensoy E. // Int. J. Pharm. 2016. V. 509. P. 375–390. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2016.05.040
  20. Shao S., Si J., Tang J., Sui M., Shen Y. // Macromolecules. 2014. V. 47. P. 916–921. https://doi.org/10.1021/ma4025619
  21. Moutard S., Perly B., Godé P., Demailly G., Djedaïni-Pilard F. // J. Incl. Phenom. 2002. V. 44. P. 317 –322.
  22. Gèze A., Choisnard L., Putaux J.L., Wouessidjewe D. // Mater. Sci. Eng. 2009. V. 29. P. 458–462. https://doi.org/10.1016/j.msec.2008.08.027
  23. Pedersen N.R., Kristensen J.B., Bauw G., Ravoo B.J., Darcy R., Larsena K.L., Pedersen L.H. // Tetrahedron Asymmetry. 2005. V. 16. P. 615–622. https://doi.org/10.1016/j.tetasy.2004.12.009
  24. Yaméogo J.B., Gèze A., Choisnard L., Putaux J.L., Gansané A., Sirima S.B., Semdé R., Wouessidjewe D. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2012. V. 80. P. 508–517. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2011.12.007
  25. Essa S., Rabanel J.M., Hildgen P. // Int. J. Pharm. 2010. V. 388. P. 263–273. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2009.12.059
  26. Bhattacharjee S. // J. Control. Release. 2016. V. 235. P. 337–351. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2016.06.017
  27. Lesieur S., Charon D., Lesieur P., Ringard-Lefebvre C., Muguet V., Duchêne D., Wouessidjewe D. // Chem. Phys. Lipids. 2000. V. 106. P. 127–144. https://doi.org/10.1016/S0009-3084(00)00149-3
  28. Kasselouri A., Coleman A.W., Baszkin A. // J. Colloid Interface Sci. 1996. V. 180. P. 384–397. https://doi.org/10.1006/jcis.1996.0317
  29. LoPresti C., Massignani M., Fernyhough C., Blanazs A., Ryan A.J., Madsen J., Warren N.J., Armes S.P., Lewis A.L., Chirasatitsin S., Engler A.J., Battaglia G. // ACS Nano. 2011. V. 5. P. 1775–1784. https://doi.org/10.1021/nn102455z
  30. Putaux J.L., Lancelon-Pin C., Legrand F.X., Pastrello M., Choisnard L., Gèze A., Rochas C., Wouessidjewe D. // Langmuir. 2017. V. 33. P. 7917–7928. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.7b01136
  31. Oliva E., Mathiron D., Rigaud S., Monflier E., Sevin E., Bricout H., Tilloy S., Gosselet F., Fenart L., Bonnet V., Pilard S., Diedaini-Pilard F. // Biomolecules. 2020. V. 10. P. 339. https://doi.org/10.3390/biom10020339
  32. Feigin L.A., Svergun D.I. // Structure Analysis by Small-Angle X-Ray and Neutron Scattering. New York: Plenum Press, 1987. V. 1. P. 14–15. https://link.springer.com/book/10.1007/978-1-4757-6624-0
  33. Auzély-Velty R., Perly B., Taché O., Zemb T., Jéhan P., Guenot P., Dalbiez J.-P., Djedaı̈ni-Pilard F. // Carbohydr. Res. 1999. V. 318. P. 82–90. https://doi.org/10.1016/S0008-6215(99)00086-5
  34. Roling O., Wendeln C., Kauscher U., Seelheim P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 10174–10182. https://doi.org/10.1021/la4011218
  35. Choisnard L., Gèze A., Putaux J.L., Wong Y.S., Wouessidjewe D. // Biomacromolecules. 2006. V. 7. P. 515– 520. https://doi.org/10.1021/bm0507655
  36. Godinho B.M.D.C., Ogier J.R., Darcy R., O’Driscoll C.M., Cryan J.F. // Mol. Pharm. 2013. V. 10. P. 640–649. https://doi.org/10.1021/mp3003946
  37. Chen P., Hub J.S. // Biophys. J. 2015. V. 108. P. 2573– 2584. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.03.062
  38. Vaskan I.S., Prikhodko A.T., Petoukhov M.V., Shtykova E.V., Bovin N.V., Tuzikov A.B., Oleinikov V.A., Zalygin A.V. // Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 2023. V. 224. P. 113183. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2023.113183
  39. Zalygin A., Solovyeva D., Vaskan I., Henry S., Schaefer M., Volynsky P., Tuzikov A., Korchagina E., Ryzhov I., Nizovtsev A., Mochalov K., Efremov R., Shtykova E., Oleinikov V., Bovin N. // ChemistryOpen. 2020. V. 9. P. 641–648. https://doi.org/10.1002/open.201900276
  40. Zhou X., Liang J.F. // J. Photochem. Photobiol. A Chemistry. 2017. V. 349. P. 124–128. https://doi.org/10.1016/j.jphotochem.2017.09.032

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. (а) – Функциональная структурная схема α-CD (n = 6), β-CD (n = 7) и γ-CD (n = 8); (б) – геометрические размеры циклодекстринов [6].

Скачать (1MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Амфифильные циклодекстрины, полученные модификациями макроцикла: холестерин-циклодекстрин (a), пептидолипидил-циклодекстрин (б); монолаурил-циклодекстрин (в), гексаноил-циклодекстрин (г), фосфолипидил-циклодекстрин (д); фторированный циклодекстин (BC6Fts: R=C6F13) (е) и октадецилперилен-циклодекстрин (ж) [15].

Скачать (904KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Схематическое изображение амфифильных дендримеров (a) и предлагаемых агрегатных структур, самостоятельно собираемых из этих дендримеров (б, в) [18].

Скачать (966KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Крио-ПЭМ-изображения мультиламеллярных наночастиц βCD-C10 с общей степенью замещения (TDS) = 4.3 (a–в) и βCD-C14 с TDS = 2.6 (г–е); (ж) – cхематическая модель переэтерифицированного производного βCD-C10 (TDS = 7). Привитые алкильные цепи выделены серым цветом. Атомы водорода для наглядности опущены [30].

Скачать (2MB)
Метаданные
6. Рис. 5. Слева: схематичный вид формирования наноассемблеров в водном растворе из SC6OH и (Bu3Sn)4TPPSa [9] Справа: ядерная морфология клеток меланомы A375, обработанных (Bu3Sn)4TPPS/SC6OH. Изображения Номарского (a–в, ж–и, н–п); флуоресцентные изображения с помощью окрашивания Hoechst 33342 (г–е, к–м, р–т). Клетки обрабатывали свободными (Bu3Sn)4TPPS ([(Bu3Sn)4TPPS] = 0.25 мкм (а, г, ж, к, н, р), наноассемблерами (Bu3Sn)4TPPS/SC6OH в молярном соотношении 1 : 5 ([(Bu3Sn)4TPPS] = 0.25 мкМ, [SC6OH] = 1.25 мкМ) (б, д, з, л, о, с) или SC6OH ([SC6OH] = 1.25 мкМ) (в, е, и, м, п, т) и наблюдали ядра после окрашивания флуоресцентным красителем Hoechst 33342 через 24, 48 и 72 ч.

Скачать (2MB)
Метаданные
7. Рис. 6. Слева – схематическое изображение для получения украшенных фолатом нанокомплексов (Fol-CDplexes) из paCD T2, плазмидной ДНК и фолиевой кислоты (FA). Справа – визуализация люциферазы мышей Balb-c через 24 ч после внутривенного введения фосфатно-буферного физиологического раствора/обнаженной ДНК (а) и фолат-CDплексов, содержащих 0.5 мкг FA/мкг ДНК (б) или 1 мкг FA/мкг ДНК (в) [10].

Скачать (1MB)
Метаданные
8. Рис. 7. (a) – Экспериментальные кривые МУРР, измеренные по наночастицам biotin-CMG2-DOPE (черные точки), и смоделированные интенсивности рассеяния, преобразованные обратно в нулевой угол из функций распределения расстояний p(r) при различных концентрациях глюкозы: 1.0, 2.9, 3.17 и 4.23 мас.%; (б) – химическая структура биотин-CMG2-DOPE; (в) – 3D-модель: атомы водорода выделены белым цветом, углерода – голубым, кислорода – красным, азота – синим, серы – желтым, фосфора – коричневым; (г) – полностью атомарная структура наночастиц в поперечном сечении, полученная в результате моделирования молекулярной динамики; (д) – соответствие теоретической кривой, вычисленной CRYSOL по структуре МД (красная линия); (е) – многофазное восстановление структуры ab initio: восстановленная плотность электронов (цветовая схема: желтый соответствует DOPE, голубой – спейсеру CMG2 с биотином) и экспериментальные данные (черные точки) и соответствие по MONSA (голубая линия); (ж) – экспериментальные данные (черные точки) и соответствие по MONSA (голубая линия); (з) – суперпозиция моделей DAMMIN и MD (прозрачно-голубая представляет модель DAMMIN в фосфатном буфере, а модель MD CMG2 показана красным цветом).

Скачать (2MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025