Применение поляризационного флуоресцентного иммуноанализа для определения флуниксина в молоке

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Разработана методика поляризационного флуоресцентного иммуноанализа для выявления остаточных количеств нестероидного противовоспалительного препарата флуниксина, применяемого для профилактики и лечения в ветеринарии и животноводстве. Оптимальное время анализа составило 15 мин с учетом пробоподготовки, линейный диапазон – 20–5000 нг/мл, предел обнаружения – 2 нг/мл. Показана высокая селективность иммунореагентов в отношении исследуемого антигена, коэффициенты перекрестного реагирования с препаратами, имеющими структурное сходство с флуниксином, не превысили 0.01 %. Методика определения флуниксина в молоке опробована методом введено–найдено, показано, что применение разработанного способа пробоподготовки позволяет эффективно детектировать исследуемый антиген в пределах линейного диапазона. Данные результаты свидетельствуют о возможности использования разработанной методики с применением поликлональных антител для экспрессного и чувствительного определения флуниксина в молоке.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. А. Арутюнян

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: eremin_sergei@hotmail.com

химический факультет

Россия, Ленинские горы, 1, стр. 3, Москва 119991

Л. И. Мухаметова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: eremin_sergei@hotmail.com

химический факультет

Россия, Ленинские горы, 1, стр. 3, Москва 119991

И. А. Шанин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: eremin_sergei@hotmail.com

химический факультет

Россия, Ленинские горы, 1, стр. 3, Москва 119991

С. Э. Кондаков

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: eremin_sergei@hotmail.com

химический факультет

Россия, Ленинские горы, 1, стр. 3, Москва 119991

С. А. Еремин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: eremin_sergei@hotmail.com

химический факультет

Россия, Ленинские горы, 1, стр. 3, Москва 119991

Список литературы

  1. Liu Y., Luo Y., Li W., Xu X., Wang B., Xu X., Hussain D., Chen D. Current analytical strategies for the determination of quinolone residues in milk // Food Chem. 2024. V. 430. Article 137072.
  2. Fatemi F., Alizadeh San, M., Noori S.M.A., Hashemi M. Status of antibiotic residues in milk and dairy products of Iran: A systematic review and meta-analysis // J. Environ. Health Sci. Eng. 2024. V. 22. P. 31.
  3. Roy A., Rana T., Shee A. Prevention and control of milk contamination, adulterants, antimicrobial residues, and agrochemicals / The Microbiology, Pathogenesis and Zoonosis of Milk Borne Diseases. Elsevier, 2024, p. 135.
  4. Hardee G.E., Smith J.A., Harris S.J. Pharmacokinetics of flunixin meglumine in the cow // Res. Vet. Sci. 1985. V. 39. P. 110.
  5. Kamal, M.F., Wilson A.C., Acquisto N.M., Spillane L., Schneider S.M. Acute encephalopathy with concurrent respiratory and metabolic disturbances in first known parenteral human administration of flunixin meglumine and acepromazine maleate // J. Emerg. Med. 2013. V. 45. P. 206.
  6. Blankenship M.M., Gregory S.M., Harty R.F. Flunixin horse pill use in human associated with peptic ulcer disease // Ann. Pharmacother. 2008. V. 42. P. 448.
  7. Wu X., Chen Q., Chou W.-C., Maunsell F.P., Tell L.A., Baynes R.E., Davis J.L., Jaberi-Douraki M., Riviere J.E., Lin Z. Development of a physiologically based pharmacokinetic model for flunixin in cattle and swine following dermal exposure // Toxicol. Sci. 2025. V. 203. P. 181.
  8. Papich M.G. Saunders Handbook of Veterinary Drugs. E-Book. 4th Ed. Elsevier Inc., 2016.
  9. Dudek K., Bednarek D., Ayling R.D., Kycko A., Reichert M. Preliminary study on the effects of enrofloxacin, flunixin meglumine and pegbovigrastim on mycoplasma bovis pneumonia // BMC Vet. Res. 2019. V. 15. Article 371.
  10. Lucacin E., Pinto-Neto A., Mota, M.F. Acco A., Souza M.I.L., Alberton J., Silva A.V. Effects of flunixin meglumine on reproductive parameters in beef cattle // Anim. Reprod. 2010. V. 7. P. 75.
  11. Wiloch E.E., Enomoto H., Smith L., Baynes R.E., Messenger K.M. Pharmacokinetics of intranasal and intramuscular flunixin in healthy grower pigs // J. Vet. Pharmacol. Ther. 2024. V. 47. P. 150.
  12. Giles C.B., Ferdous F., Halleran J.L., Yeatts J.L., Baynes R.E., Mzyk D.A. Flunixin meglumine tissue residues after intravenous administration in goats // Front. Vet. Sci. 2024. V. 10. Article 1341779.
  13. Smith D.J., Shelver W.L., Baynes R.E., Tell L., Gehring R., Li M., Dutko T., Schroeder J.W., Herges G., Riviere J.E. Excretory, secretory, and tissue residues after label and extra-label administration of flunixin meglumine to saline- or lipopolysaccharide-exposed dairy cows // J. Agric. Food Chem. 2015. V. 63. P. 4893.
  14. Maia A.L.R.E.S., Figueira L.M., Rocha M.S., Pinheiro J.B.D.S., Oliveira T.D.A., Brandão F.Z., Fonseca J.F., Oliveira M.E.F., Oliveira C.A.D., Souza-Fabjan J.M.G. The effect of flunixin meglumine on the premature regression of corpus luteum, recovery rate, and embryo production in superovulated dorper ewes // Anim. Reprod. Sci. 2024. V. 270. Article 107595.
  15. Mozaffari A.A., Derakhshanfar A. The gastrointestinal and myocardial adverse effects of flunixin meglumine, ketoprofen and phenylbutazone in Iranian Cashmere (Rayeni) goats: Clinical, hematological, biochemical, and pathological findings // Comp. Clin. Pathol. 2012. V. 21. P. 49.
  16. MacAllister C.G., Morgan S.J., Borne A.T., Pollet R.A. Comparison of adverse effects of phenylbutazone, flunixin meglumine, and ketoprofen in horses // J. Am. Vet. Med. Assoc. 1993. V. 202. P. 71.
  17. Максимальные уровни остатков ветеринарных препаратов в пищевых продуктах. Организация по стандартизации совета сотрудничества арабских государств Персидского залива (GSO). 2015.
  18. Silva F.W.L., Rodrigues J.G.A., Ferreira R.D.Q., Freitas J.C.C.D., Santelli R.E., Cincotto F.H. Manufacturing of a 3D-printed electrode cost-effective based on carbon black and polylactic acid for detection of flunixin anti-inflammatory // Electrochim. Acta. 2024. V. 507. Article 145117.
  19. Trabik Y.A., Ayad M.F., Mahmoud A.M., Abdullatif H.A., Michael A.M. Eco-friendly electrochemical assay of oxytetracycline and flunixin in their veterinary injections and spiked milk samples // BMC Chem. 2024. V. 18. Article 179.
  20. Zhu A.-L., Peng T., Liu L., Xia X., Hu T., Tao X.-Q., Wen K., Cheng L.-L., Li J.-C., Ding S.-Y., Cao X.-Y., Jiang H.-Y. Ultra-performance liquid chromatography–tandem mass spectrometry determination and depletion profile of flunixin residues in tissues after single oral administration in rabbits // J. Chromatogr. B. 2013. V. 934. P. 8.
  21. Jedziniak P., Olejnik M., Szprengier-Juszkiewicz T., Smulski S., Kaczmarowski M., Żmudzki J. Identification of flunixin glucuronide and depletion of flunixin and its marker residue in bovine milk // J. Vet. Pharmacol. Ther. 2013. V. 36. P. 571.
  22. Park S.-H., Lee Y.-H., Chu H., Hwang S.-D., Hwang K.-J., Choi H.-Y., Park M.-Y. Application of the microagglutination test for serologic diagnosis of human brucellosis // Osong Public Health Res. Perspect. 2012. V. 3. Article 19.
  23. Kissell L.W., Smith G.W., Leavens T.L., Baynes R.E., Wu H., Riviere J.E. Plasma pharmacokinetics and milk residues of flunixin and 5-hydroxy flunixin following different routes of administration in dairy cattle // J. Dairy Sci. 2012. V. 95. P. 7151.
  24. Stanley S.M.R., Owens N.A., Rodgers J.P. Detection of flunixin in equine urine using high-performance liquid chromatography with particle beam and atmospheric pressure ionization mass spectrometry after solid-phase extraction // J. Chromatogr. B: Biomed. Sci. App. 1995. V. 667. P. 95.
  25. Azzouz A., Ballesteros E. Gas chromatography–mass spectrometry determination of pharmacologically active substances in urine and blood samples by use of a continuous solid-phase extraction system and microwave-assisted derivatization // J. Chromatogr. B. 2012. V. 891–892. P. 12.
  26. Chen X., Peng S., Liu C., Zou X., Ke Y., Jiang W. Development of an indirect competitive enzyme-linked immunosorbent assay for detecting flunixin and 5-hydroxyflunixin residues in bovine muscle and milk // Food Agric. Immunol. 2019. V. 30. P. 320.
  27. Lin L., Jiang W., Xu L., Liu L., Song S., Kuang H. Development of IC-ELISA and immunochromatographic strip assay for the detection of flunixin meglumine in milk // Food Agric. Immunol. 2018. V. 29. Article 193.
  28. Li Q., Mi J., Bai Y., Ma Q., Zhang Y., Yang H., Wen K., Shen J., Wang Z., Yu X. Antibody production, immunoassay establishment, and specificity study for flunixin and 5-hydroxyflunixin // J. Agric. Food Chem. 2024. V. 72. P. 3160.
  29. Fan R., Zhang W., Jin Y., Zhao R., Yang C., Chen Q., He L., Chen Y. Lateral flow immunoassay for 5-hydroxyflunixin based on near-infrared fluorescence molecule as an alternative label to gold nanoparticles // Microchim. Acta. 2020. V. 187. Article 368.
  30. Ius A., Bacigalupo M.A., Meroni G., Pistillo A., Roda, A. Development of a time-resolved fluoroimmunoassay for phthalate esters in water // Fresenius J. Anal. Chem. 1993. V. 345. P. 589.
  31. Pourfarzaneh M., White G.W., Landon J., Smith D.S. Cortisol directly determined in serum by fluoroimmunoassay with magnetizable solid phase // Clin. Chem. 1980. V. 26. P. 730.
  32. Long G.L., Winefordner J.D. Limit of detection a closer look at the IUPAC definition // Anal. Chem. 1983. V. 55. P. 712A.
  33. Hendrickson O.D., Taranova N.A., Zherdev A.V., Dzantiev B.B., Eremin S.A. Fluorescence polarization-based bioassays: New horizons // Sensors. 2020. V. 20. Article 7132.
  34. Mukhametova L.I., Eremin S.A. Fluorescence polarization assays for organic compounds in food safety // Front. Biosci.-Elite. 2024. V. 16. Article 4.
  35. Zhang H., Yang S., De Ruyck K., Beloglazova N.V., Eremin S.A., De Saeger S., Zhang S., Shen J., Wang Z. Fluorescence polarization assays for chemical contaminants in food and environmental analyses // TrAC, Trends Anal. Chem. 2019. V. 114. P. 293.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема синтеза этилендиаминтиокарбамил флуоресцеина (ЭДФ) и его конъюгата с флуниксином (Флу-ЭДФ).

Скачать (292KB)
Метаданные
3. Рис. 2. (а) Изменение сигнала поляризации флуоресценции при связывании конъюгатов Флу-ЭДФ, Флу-БДФ и Флу-ГДФ (конечная концентрация 2.5 нМ) с антисывороткой антиФлу-1 (разведение 800 раз). (б) Зависимость поляризации флуоресценции от разведения антисывороток антиФлу-1 (●), антиФлу-2 (○), антиФлу-3 (▼) и неиммунной сыворотки кролика 4 (♦) при связывании с конъюгатом Флу-ЭДФ. n = 3, 25°С, рН 8.5.

Скачать (132KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Кинетика связывания конъюгата Флу-ЭДФ (конечная концентрация 2.5 нм) и поликлональных антител к флуниксину антиФлу-1 (разведение 1 : 800). n = 3.

Скачать (58KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Оптимизация условий методики ПФИА-определения флуниксина. Нормированные градуировочные зависимости, (а) полученные при разных концентрациях Флу-ЭДФ 2.5 (1) и 1.25 (2) нМ, разведение антител антиФлу 400 раз; (б) для антисывороток с разведением 500 раз антиФлу-1 (1), антиФлу-2 (2) и антиФлу-3 (3). n = 3.

Скачать (128KB)
Метаданные
6. Рис. 5. (а) Градуировочная зависимость сигнала поляризации флуоресценции от концентрации флуниксина, (б) область определения при концентрации Флу-ЭДФ 1.25 нМ и разведении антител антиФлу-1 800 раз. n = 3.

Скачать (91KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Структурные формулы кроссреактантов: (a) – флуоксетин, (б) – индоксакарб, (в) – никотиновая кислота, (г) – нимесулид, (д) – целекоксиб, (е) – диклофенак.

Скачать (129KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Определение матричного эффекта в супернатанте молока методом поляризационного флуоресцентного иммуноанализа. Флу-ЭДФ (2.5 нМ), антиФлу-1 (разведение 800 раз), рН 8.5, 25°С.

Скачать (46KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025